Roland Heynkes, 4.6.2001
Gliederung |
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bibliographische Angaben | |
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meine Zusammenfassung des Artikels | |
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Material und Methoden | |
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Resultate | |
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Diskussion | |
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Literaturliste |
Fraser,H.; Foster,J.D. - Transmission to mice, sheep and goats and bioassay of bovine tissues - Transmissible Spongiform Encephalopathies, R. Bradley and B. Marchant, eds.: Brussels: Working document for the European Commission Ref.F.II.3-JC/0003), pp. 145-159. - Proceedings of a Consultation on BSE with the Scientific Veterinary Committee of the Commission of the European Communities, 14-15 September 1993, (1994)
Die Experimente wurden wohl in der Abteilung für Neuropathogenese des Institutes für Tiergesundheit in Edinburgh durchgeführt.
Homozygoten Sinc s7 und Sinc p7 Mäusen, sowie heterozygoten F1-Mischlingen wurden 1/10 verdünnte Hirnhomogenate von 1989 getöteten BSE-Rindern intrazerebral (20 µl) und intraperitoneal (l00 µl) injiziert.
Endpunkttitrationen in 10er-Verdünnungsschritten wurden mit Hirnhomogenaten von 1989 getöteten BSE-Rindern intrazerebral (20 µl) und/oder intraperitoneal (l00 µl) durchgeführt.
Cheviot-Schafe mit unterschiedlichen Allelen des Sip-Genes und Ziegen (Anglo Nubian) wurden intrazerebral mit 500 µl oder oral mit 50 ml 1/10 oder 1/100 verdünntem BSE-Hirnhomogenat inokuliert.
Per RIII-Mausbioassay versuchte man, BSE-Infektiosität in gefrorenen, aber nicht fixierten Geweben und Flüssigkeiten von BSE-Rindern aus verschiedenen Teilen Englands (die meisten aus dem Jahr 1989) nachzuweisen. Im Einzelnen waren dies Gehirn (auch Formalin-fixiert), Rückenmark, Retina, Zerebrospinalflüssigkeit, periphere und Sehnerven, Ende des Rückenmarks, Milz, Lymphknoten, Mandeln, Knochenmark, Haut, Prostata, Skelettmuskel, Leber, Magenschleimhaut, Dünndarm, buffy coat, Blutkuchen, Blutserum, Fett, Pankreas, Niere, Eutergewebe, Lunge, Herz, Eierstock, Hoden, Nebenhoden, Samen, Uteruskarunkel einer schwangeren Kuh, Plazenta-Cotyledo und Flüssigkeiten aus Plazenta, sowie fötales Blut.
Zum Vergleich wurde das Gehirn eines 1987 in Schottland an Scrapie erkrankten Greyface-Schafes verwendet.
Die Empfängermäuse wurden erst getötet, wenn sie zu krank oder altersschwach wurden. TSE-Diagnosen erfolgten histopathologisch nach Hämatoxylin- und Eosinfärbung von Hirnschnitten. Zusätzlich wurden Schafe und Ziegen immunologisch diagnostiziert und bei Mäusen wurden Läsionsprofile durch die Einstufung von 9 verschiedenen Hirnregionen nach dem Grad der Schädigung erstellt.
Hinsichtlich der Inkubationszeiten und der Schädigungsmuster in den Hirnen der Empfängermäuse lieferten die Übertragungsexperimente mit den Gehirnen der verschiedenen BSE-Fälle sehr ähnliche Ergebnisse. Diese unterschieden sich jedoch deutlich von verschiedenen mit Scrapie bei Schaf und Ziege erzielten Daten. Mit den BSE-Hirnhomogenaten betrugen die Inkubationszeiten bei den RIII-Mäusen (Sinc s7) 316-327 Tage, bei den C57BL-Mäusen (Sinc s7) 407-438 Tage, bei den VM-Mäusen (Sinc p7) 471-5l8 Tage und bei den IM-Mäusen (Sinc p7) 537-565 Tage. Bei Sinc-heterozyoten C57BLxVM-Mischlingen waren die Inkubationszeiten mit 743+/-14 Tagen wesentlich länger. Im Gegensatz dazu lagen die Inkubationszeiten der Sinc-heterozygoten Mäuse nach Inokulation mit Schafscrapie zwischen den Inkubationszeiten der Sinc s7 und der Sinc p7 Mäuse.
Die Inokulation von Hirnhomogenaten BSE-infizierter Schafe und Ziegen resultierte in den verschiedenen Mausstämmen in BSE-typischen Inkubationszeitmustern.
Formalin-fixierte Hirnhomogenate produzierten in RIII- und C57BL-Mäusen 40-80 Tage längere Inkubationszeiten.
Bei den Sinc s7 Mäusen, nicht jedoch bei den Sinc p7 Mäusen erzeugten Scrapieinfektionen andere Schädigungsmuster als die BSE-Infektionen. Amyloide plaques waren nur bei den Sinc p7 Mäusen und den Mischlingen, nicht jedoch bei den Sinc s7 Mäusen deutlich erkennbar.
Alle mit Rückenmark inokulierten RIII-Mäuse erkrankten mit Inkubationsperioden von 356+/-8 Tagen. Die Autoren leiten davon Rückenmarkstiter von 104-105 i.c.+i.p.-ID50-Einheiten pro Gramm ab. Interessant ist, daß auch bei Verdünnungsreihen die Inkubationszeiten bei BSE-infizierten RIII-Mäusen nie länger als 550 Tage waren. Aber mittels RIII-Maus-Bioassay wurde keine Infektiosität in nichtnervösen Geweben der BSE-kranken Rinder gefunden. Selbst in Zerebrospinalflüssigkeit, peripheren Nerven, Milz und Lymphknoten wurde keine Infektiosität nachgewiesen.
Tabelle 1
Gewebe, von denen 1/10 verdünnte Homogenate pro Probe jeweils 24 RIII-Mäusen intrazerebral (20 µl) und zusätzlich intraperitoneal (100 µl) injiziert wurden, ohne daß auch nur eine Empfängermaus an BSE erkrankte. Bei einigen dieser Gewebe stand allerdings die histopathologische Bestätigung der negativen Resultate noch aus (Siehe Tabelle 2). | |||
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Gewebe | Quelle | Probenanzahl | Inkubationsperiode bis zum 7.9.93 |
Eingeweidenerv | Kuh c | 1 | >650 |
Ischiasnerv | Bulle a | 2 | >650 |
Cauda equina | Bulle a | 1 | >650 |
CSF(a) | Kuh a | 1 | >650 |
Milz | Kuh a | 1 | >650 |
Lymphknoten(b) | Bulle a | 3 | >650 |
Gaumenmandeln | Kuh b | 1 | 630 |
Sperma | Bulle c | 1 | >650 |
Sperma | Bulle b | 1 | >650 |
Sperma | Bulle a | 1 | >650 |
Hoden | Bulle a | 1 | >650 |
buffy coat | Kuh b | 1 | >650 |
Blutkuchen | Kuh b | 1 | >650 |
Blutserum | Kuh e | 1 | >650 |
Skelettmuskel(c) | Bulle a | 1 | >650 |
Skelettmuskel(d) | Kuh b | 2 | >650 |
Skelettmuskel(e) | Bulle a | 1 | >650 |
Skelettmuskel(f) | Kuh d | 1 | >650 |
Herz | Kuh b | 1 | >650 |
Knochenmark | Kuh a | 1 | >650 |
Knochenmark | Kuh b | 1 | 523 |
Haut | Kuh b | 1 | 627 |
Leber | Kuh a | 1 | >650 |
Pankreas | Kuh a | 1 | >650 |
Verdauungstrakt(g) | Bulle a | 8 | >650 |
Verdauungstrakt(h) | Bulle a | 3 | 623,633 |
Verdauungstrakt(i) | Bulle d | 1 | >650 |
perirenales Fett | Bulle a | 1 | >650 |
Niere | Kuh a | 1 | >650 |
Lunge | Kuh b | 1 | >650 |
Euter | Kuh a | 1 | >650 |
Uteruskarunkel | Kuh e | 1 | 607 |
Plazentalappen | Kuh b | 1 | >650 |
Plazentalappen | Kuh e | 2 | 546,607 |
Allantoisflüssigkeit | Kuh b | 1 | 633 |
Amnionflüssigkeit | Kuh b | 1 | >650 |
fötales Herzblut | Kuh a | 1 | >650 |
Uterusspülungen | (j) | 18 | >650 |
Embryonen | (j) | 2 | 598,601 |
a) CSF, b) aus dem Mesenterium, prefemoral, retropharyngeal. c) Musculus longissimus, d) Musculus semitendinosus, e) Diaphragma, f) Musculus masseter, g) Epithelium aus dem Ösophagus, Pansen und Pansenpfeiler, proximalen Kolon, distalen Ileum, Reticulum, Omasum und Abomasum. h: Epithelium aus dem Rektum, proximalen Darm (wahrscheinlich Dünndarm) und distalen Kolon. i) distaler Dünndarm (Ileum). j) von Dr. A.E. Wrathall des britischen Ministry of Agriculture BSE-kranken Kühen für Embryotransferexperimente genommene Proben. |
Die Autoren berichten aber auch von zum Zeitpunkt ihres Redaktionsschlusses am 26.8.1993 noch laufenden Übertragungsexperimenten (intrazerebral plus intraperitoneal) mit Retina (2 Proben), Sehnerven (2), Eierstock (2), Nebenhoden (2), Vesikula seminalis (2), Prostata (2), Hoden (1), Euter (1), Haut (1), Embryonen und Uterusspülungen (13).
Tabelle 2.
Histologische Bestätigung (August 1993) nicht gelungener Übertragungen von BSE auf RIII-Mäuse mit den Proben der Tabelle 1 und jeweils 24 Empfängertieren. Bis zu 200 Tage nach der Inokulation gestorbene Tiere wurden ausgeschlossen. | ||||
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Gewebe | Proben- nummer |
histologisch untersucht / noch lebend |
Überlebenszeit und (mittlere Überlebenszeit mit Standardabweichung) | mindestens 650 oder 700 Tage oder am 30.7.93 immer noch lebende Mäuse |
Lymphknoten | 1 | 16/0 | 222-650(a) (404+/-138) | 0 |
2 | 14/0 | 277-650 (472+/-128) | 0 | |
3 | 7/14 | 230-498 | 0 | |
Samen | 1 | 21/0 | 447-861 (606+/-132) | 0 |
2 | 7/14 | 216-497 | 5 | |
Hoden | 1 | 5/13 | 209-463 | 5 |
Plazentalappen | 1 | 17/0 | 378-768 (587+/-145) | 0 |
buffy coat | 1 | 16/0 | 204-916 (641+/-211) | 0 |
Knochenmark | 1 | 17/0 | 300-793 (554+/-138) | 0 |
Skelettmuskel | 1 | 23/0 | 268-870 (511+/-137) | 0 |
2 | 14/0 | 334-888 (562+/-162) | 0 | |
3 | 5/20 | 221,356,402,405,414(a) | -(b) | |
Fett | 1 | 4/19 | 382,407,412,543 | 6 |
Niere | 1 | 3/19 | 343,393,457 | 10 |
Ösophagus | 1 | 6/14 | 245,370,393,421,430,434 | 4 |
distales Ileum(c) | 1 | 2/1 | 335,448 | 0 |
Euter | 1 | 8/17 | 263-531 | 2 |
Ischiasnerv | 1 | 8/16 | 248-418 | 10 |
2 | 6/19 | 211,294,392,426,461,613 | 2 | |
Cauda equina | 1 | 4/20 | 268,313,422,532 | 6 |
a: minimaler bis maximaler Wert (Mittelwert +/- Standardabweichung), bei weniger als 6 individuelle Werte; b: Details unvollständig c: viele frühe Verluste Die Tabelle summiert die Daten von im August 1991 begonnenen Experimenten, läßt aber die Bioassays mit Pankreas, Zerebrospinalflüssigkeit, Leber, Pansenepithelium, fötalem Herzblut, proximalem Kolonepithelium und Milz aus, die auch alle "negativ" waren. |
RIII-Mäuse blieben über ihre gesamte normale Lebensspanne gesund, nachdem sie mit 0,3 Gramm, 1,0 Gramm, 1,1 Gramm bzw. 1,26 Gramm Milz von 3 BSE-Fällen, oder mit je 0,75 Gramm Plazentalappen von 2 BSE-Fällen gefüttert worden waren.
BSE wurde mit ähnlichen Übertragungswahrscheinlichkeiten und Inkubationszeiten intrazerebral sowie oral auf scrapieempfängliche und scrapieresistente Cheviot-Schafe übertragen. Im Gegensatz dazu waren BSE-Übertragungen auf Ziegen oral weniger effizient und resultierten in wesentlich längeren Inkubationszeiten als intrazerebrale Inokulationen.
Tabelle 3
Orale und intrazerebrale Übertragung von BSE auf Schafe (South country) und Ziegen (Anglo Nubian) | |||
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Empfängertiere | Art der Inokulation | Anteile erkrankter Tiere (a) | Inkubationszeiten in Tagen |
scrapieresistente Cheviotschafe | intrazerebral | 2/4 | 724,880 |
oral | 2/6(b) | 538,994 | |
scrapieempfängliche Cheviotschafe | intrazerebral | 2/6(c) | 440,487 |
oral | 1/6(d) | 734 | |
Ziegen (Anglo Nubian) | intrazerebral | 3/3 | 506,509,570 |
oral | 2/3 | 941,1501 | |
a: Überlebende 1800 Tage nach der Inokulation zum Zeitpunkt der Publikation. Zwischenzeitlich 665(b), 883(c) bzw. 620(d) Tage nach der Inokulation gestorbene Tiere wurden als Überlebende gezählt. |
Die in verschiedenen Mausstämmen produzierten Inkubationszeiten und Schädigungsmuster wiesen bei verschiedenen BSE-Fällen und auch bei BSE-infizierten Schafen und Ziegen keine Unterschiede auf. Dies spricht für nur einen BSE-Stamm mit selbst nach Übertragung auf andere Spezies unverändert bleibt. So ganz kann dies allerdings nicht stimmen, denn immerhin findet man bei BSE-infizierten Schafen die Infektiosität im ganzen Körper.
Die orale Übertragung von BSE auf Schafe funktionierte erstaunlich gut und darüber hinaus bei zumindest gegenüber einem bestimmten Scrapiestamm empfänglichen bzw. resistenten Schafen etwa gleich gut.
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